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WorksheetsUE1 ED8 - 2019 - C.LUCAS
Total questions: 46
Worksheet time: 12hrs 30mins
Parmi les propositions suivantes concernant la structure des protéines, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
On parle de protéine lorsqu’on a plus de 50 acides aminés
Au sein d’une protéine, une liaison peptidique se fait souvent entre la chaine latérale d’un acide aminé acide et le groupement amine d’un autre acide aminé
La présence d’une proline favorise la formation d’un coude
La chaine principale peut adopter un nombre infini de conformations autour du carbone a
Un feuillet b est une structure polycaténaire
Parmi les propositions suivantes concernant la structure des protéines, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
La structure tertiaire caractérise la conformation de la protéine qui est la plus stable thermodynamiquement
Elle dépend de la structure primaire
Elle se déduit facilement de la structure primaire
Elle dépend de l’environnement
Elle est rigide
Parmi les propositions suivantes, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s). L’hélice α des protéines ;
est l'une des caractéristiques de la structure tertiaire
constitue un noyau stable dans la structure des protéines
contient souvent un résidu prolyl
est retrouvée dans les domaines transmembranaires des protéines
Dans les hélices a la liaison H s’effectue entre le CO du résidu n et le NH du résidu n+4
Parmi les propositions suivantes, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
L’hélice α est une structure cylindrique à l'intérieur de laquelle les ions peuvent traverser la membrane plasmique
Dans les hélices α, les résidus hydrophobes sont tournés vers l’extérieur de l’hélice
Une hélice α se forme grâce à des liaisons hydrogènes interchaînes
La plupart des hélices α sont riches en proline
Les feuillets beta sont constitués de brins beta reliés latéralement par des liaisons hydrogènes
Parmi les propositions suivantes, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
Les collagènes sont constitués par des séquences répétitives riches en glycine, hydroxylysine et hydroxyproline
La structure quaternaire des protéines est l’assemblage de plusieurs sous-unités stabilisées par des liaisons covalentes
L’hémoglobine est une hétéroprotéine tétramerique
Le groupement prosthétique de l’hémoglobine est l’hème
La super hélice de collagène résulte de l’assemblage non covalent de 3 hélices alpha
Ci-dessus le site de fixation du NAD+. On peut dire que cette structure ;
est constituée de six brins beta formant six feuillets beta
est de type alpha/beta
Les brins b1 et b2 forment avec l’hélice alpha un élément de structure supersecondaire de type beta-alpha-beta
Si b4, b5 et b6 forment un feuillet beta celui-ci est antiparallèle
L’extrémité 2 est l’extrémité C terminale de ce domaine
Quelle est la meilleure candidate pour être un segment transmembranaire?
I T L I Y F G V M A G V I G T I L L I S
I T P I Y F G P M A G V P G T I L L I S
I T E I Y F G E M A G V I G T D L L I S
I T KI Y F G K M A G V I G T R L L I S
I T E I Y F G R M A G V I G T D L L I S
Parmi ces 5 séquences d’hélice a, quelle est celle qui est la meilleure candidate pour lier l’ADN?
Y T R P Q L V E L E K E F H F N
E R Q I K I W F Q N R R M K K D N
I T L I Y F G V M AG V I G T I L L I S
T D K E W E L I K T V T R A H V A T
S D A I F D L G M S L S S
A quel domaine correspond la séquence qui est un facteur de transcription ?
Q K T C L I C G D E A S G C H Y G A L T C G S C K V F F K R A A E G K Q K Y L C A S R N D C T I D K F R R K N C P S C R L R K C Y E A G M T L
Domaine à 7 passages transmembranaires
Domaine leucine zipper
Domaine du peptide signal
Domaine à 2 doigts de zinc
Homéodomaine
Quelle séquence correspond le mieux à celle d'une protéine à motif "leucine zipper" ?
ERKRMRNRIAASKCRKGGVERIARNEEKVKTLKAQNSELASTANMLTEQVAQIK
ERKRMRNRIAASKCRKRKLERIARLEEKVKTTKAQNSELASTANMRTEQVAQVK
ERKRMRNRIAASKCRKRKLERIARLEEKVKTIKAQNSEVASTANMRTEQVAQLK
ERKRMRNRIAASKCRKRKLERIARLEEKVKTLKAQNSELASTANMLTEQVAQLK
EETEMDNEIAASDCQQQVLEDIADLEEKVKTLKAQNSELASTANMLTEQVAQLK
Une protéine a une masse moléculaire de 750 kDa. En présence d’urée à forte concentration (6 M), cette protéine se dissocie en trois types de sous-unités : a, b, c de masse moléculaire respective de 300.000, 150.000 et 50.000 Da. En présence additionnelle d’un agent réducteur, on retrouve des chaînes polypeptidiques de poids moléculaire de 200.000 et 50.000 Da.
Elle est trimérique.
Sa structure quaternaire peut être de type : a3 b3
La sous-unité de 150 kDa est de type b3
lle est dimérique
Sa structure quaternaire est stabilisée par des ponts disulfures
Un échantillon contenant 4 protéines est soumis à une chromatographie échangeuse d‘anions. Ces 4 protéines sont définies par leur pHi et leur masse moléculaire (MM) :
a) cytochrome C pHi: 10,5 MM:13 400 Da
b) Chymotrypsinigène pHi: 9,5 MM: 23 000 Da
c) albumine pHi: 4,8 MM: 68 500 Da
d) Yglobuline pHi: 6,6 MM: 150 000 Da
La colonne de chromatographie et le mélange sont équilibrés à pH 12 .
Ce mélange est alors déposé dans la colonne. On élue ensuite la colonne par un tampon dont le pH diminue progressivement.
Quel est l’ordre d’élution ?
a - b - c – d
c - d - b – a
d - b - a – c
c - a - b – d
a - b - d – c
Ce même échantillon est soumis à une chromatographie par gel de filtration. Quel est l'ordre d'élution ?
a) cytochrome C pHi: 10,5 MM:13 400 Da
b) Chymotrypsinigène pHi: 9,5 MM: 23 000 Da
c) albumine pHi: 4,8 MM: 68 500 Da
d) Yglobuline pHi: 6,6 MM: 150 000 Da
a - b - c – d
b - a - c – d
d - c - a – b
d - c - b – a
aucune réponse juste
soit une protéine de 52 kDa:
- Concanavaline A : protéine non retenue
-SDS-PAGE: 2 bandes : 22 kDa + 8 kDa (profil 1)
- ß-mercapto-éthanol puis SDS-PAGE : 3 bandes : 22 kDa + 6 kDa + 2kDa (profil 2)
- ß-mercapto-éthanol et électrophorèse 2D : 4 taches (profil 3)
On en déduit que cette protéine (52kDa):
Est constituée de 3 chaînes polypeptidiques
Est constituée de 4 chaînes polypeptidiques
n’est pas une glycoprotéine
Contient des chaînes de 6 kDa et 2 kDa reliées entre elles par des liaisons ioniques
Contient des chaînes de 6kDa et 2 kDa reliées entre elles par des ponts disulfures
Soit une protéine de 52 kDa:
- Concanavaline A : protéine non retenue -SDS-PAGE: 2 bandes : 22 kDa + 8 kDa (profil 1)
- ß-mercapto-éthanol puis SDS-PAGE : 3 bandes : 22 kDa + 6 kDa + 2kDa (profil 2)
- ß-mercapto-éthanol et électrophorèse 2D : 4 taches (profil 3)
Combien d’acides aminés contient au total cette protéine ?
environ 212 acides aminés
environ 438 acides aminés
environ 608 acides aminés
environ 109 acides aminés
environ 820 acides aminés
Plusieurs formes anormales d’une enzyme plasmatique de 394 acides aminés ont été isolées et séquencées. La forme sauvage non mutée est appelée Wt. Quatre mutants ont été identifiés :
-Le mutant (A) comporte une mutation ponctuelle où V213 est remplacé par A
-Le mutant (B) comporte une mutation ponctuelle où E342 est remplacé par K
-Le mutant (C) comporte une mutation ponctuelle où E264 est remplacé par V
-Le mutant (D) comporte une délétion des 19 acides aminés C-terminaux.
Parmi les propositions suivantes, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
La tache 1 indique la présence du mutant A
La tache 2 indique la présence du mutant B
La tache 3 indique la présence du mutant C
La partie de l’enzyme (épitope) reconnue par l’anticorps est située dans les quinze acides aminés incluant le COOH terminal
Le mutant D n’est pas présent ou n’est pas séparé de l’enzyme Wt.
Pour étudier l’impact d’une mutation sur la fonction d’une protéine, on utilise les étapes:
1. Transfection de cellules eucaryotes avec le plasmide recombinant.
2. Digestion du plasmide d’expression.
3. Transformation de bactéries.
4. Ligation de l’insert et du plasmide.
5. Sélection des bactéries exprimant le plasmide recombinant.
Quel est l’ordre correct de ces étapes ?
1-2-3-4-5
2-3-4-5-1
2-4-1-3-5
1-3-2-4-5
2-4-3-5-1
Quelles méthodes pouvez-vous utiliser pour démontrer que deux protéines sont présentes dans un même complexe protéique ?
La co-immunoprécipitation
La méthode de Southern
Le western blot après SDS-PAGE
La méthode de FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer)
Une PCR (Polymerase Chain Reaction)
L’étiquettage d’une protéine par une GFP ;
Se réalise après la synthèse de cette protéine
Nécessite de cloner le gène en phase avec celui de la GFP
Permet de visualiser où la protéine est localisée
Nécessite de connaitre la fonction de la protéine
Peut permettre de purifier la protéine
Vous souhaitez préparer 500mL d’une solution à 200mM de KCL et 0,5% de Triton (MW: 624,8g/mol). Vous disposez d’une solution mère de KCL à 5M et d’une éprouvette graduée de 500mL.
Vous devez mettre dans l'éprouvette ;
40 mL de KCL 5M + 2,5g de Triton + H2O QSP 500mL
20 mL de KCL 5M + 2500mg de Triton + H2O QSP 500mL
40 mL de KCL 5M + 1000mg de Triton + H2O QSP 500mL
20 mL de KCL 5M + 1000mg de Triton + H2O QSP 500mL
10 mL de KCL 5M + 2500mg de Triton + H2O QSP 500mL
Pour tester l’impact fonctionnel des variants sauvage (S) et pathogène (P) de CREB, on réalise une expérience de « Chromatin immunoprecipitation » (ChIP) de l’élément de réponse CRE.
Les résultats obtenus pour CREB (IP CREB) et CBP (IP CBP) sont présentés ci-dessus.
Dans cette expérience, l’immunoprécipitation de la chromatine permet ;
Permet d’étudier l’interaction entre CREB et CRE.
Permet d’étudier la liaison directe de CBP à CRE.
Nécessite de lier de manière covalente CREB et CRE.
Nécessite de détecter la CRE par western blot.
Nécessite d’immunoprécipiter les protéines CREB ou CBP par des anticorps.
Pour tester l’impact fonctionnel des variants sauvage (S) et pathogène (P) de CREB, on réalise une expérience de « Chromatin immunoprecipitation » (ChIP) de l’élément de réponse CRE.
Les résultats obtenus pour CREB (IP CREB) et CBP (IP CBP) sont présentés ci-dessus.
On peut conclure de ces résultats que ;
Le variant S de CREB est capable d’interagir avec CRE.
Le variant P de CREB n’est plus capable de se fixer à CRE.
Le variant P de CREB n’est plus capable de se lier à CBP.
La fonction du domaine transactivateur du variant P de CREB est altérée.
La fonction du domaine de liaison à l’ADN du variant P de CREB est altérée.
Ā propos des enzymes…
Elles sont dans l’immense majorité des cas de nature protéique
Elles accélèrent la vitesse de réaction en modifiant l’équilibre réactionnel
Elles catalysent les réactions en diminuant l’énergie libre d’activation des substrats
Elles facilitent le contact entre les substrats
Elles possèdent un site catalytique où se fixent les substrats
Parmi les propositions suivantes concernant les cofacteurs, indiquer celle(s) qui est(sont) exacte(s).
Ils sont de nature protéique et thermostables
Les co-enzymes liés sont directement régénérés en fin de réaction
Les co-enzymes libres sont directement régénérés en fin de réaction
NADP+ et NAD+ agissent comme des donneurs de protons et d’éléctrons
Le NADPH absorbe à 340nm mais pas sa forme oxydée
La vitesse d’une réaction..
Dépend de la température de la réaction
Dépend de la quantité des substrats
Dépend de la quantité d’enzyme
Est maximale en début de réaction
Est d’ordre 0 si les quantités de substrats sont limitantes
La constante de Michaelis (Km) …
Est obtenue à partir de la représentation de Michaelis-Menten en se plaçant à Vmax/2
Représente la concentration d’enzyme nécessaire à saturer l’ensemble du substrat
Représente l’équilibre entre formation et dégradation du complexe ES
Correspond à la pente de la représentation d’Eadie Hofstee
Est proportionnelle à l’affinité de E pour S
2 substrats A et B pour le même site actif d’une enzyme :
A a un Km de 1750 nM
B a un Km de 600 nM
Pour [A]=1 µM, la vitesse de la réaction enzymatique catalysant le substrat A est > à Vmax/2
L’enzyme a une meilleure affinité pour B que pour A
A peut être considéré comme un inhibiteur compétitif de B
L’enzyme a une meilleurs affinité pour A que pour B
Pour [B]=10 µM, la vitesse de la réaction enzymatique catalysant le substrat B est supérieure à la moitié de la Vmax
Soit la cinétique d’une réaction enzymatique en absence (I) ou en présence (II) d’un inhibiteur. Le schéma ci-dessus ;
Est une représentation de Michaelis et Menten
Est une représentation de Lineweaver-Burk
Montre une inhibition compétitive
Montre que la Vmax est diminuée en présence de l’inhibiteur
Permet de conclure que l’inhibiteur modifie l’affinité de l’enzyme pour son substrat
S et I sont respectivement un substrat et un inhibiteur d’une enzyme.
On mesure la vitesse initiale (µmoles de substrat transformées par minute) pour différentes concentrations de S, en l’absence et en présence de I.
Les résultats de cette expérience sont présentés ci-dessus ;
Cela montre une inhibition compétitive
Cela montre une inhibition non compétitive
La courbe B est en présence de l’inhibiteur
C’est une représentation de Eadie Hofstee
La pente de la courbe est Km/Vmax
En présence de I, la Vmax est de ;
0,2 µmoles/mn
2 µmoles/mn
10 µmoles/mn
5 µmoles/mn
5 nmoles/mn
La cinétique de pyruvate kinase (PK), en présence ou en absence du composé Z, est représentée par les courbes Vmax=f(concentration de PEP) ci-dessus ;
La courbe B montre que la PK est une enzyme michaelienne
La courbe A est la courbe où la PK est en présence de l’inhibiteur Z
La présence de Z modifie la Vmax de la réaction
L’affinité de l’enzyme pour son substrat est augmentée par Z
La PK est régulée par allostérie
Le fructose-1-6-bisphosphate (FBP) est un précurseur du PEP.
Quelle sera son influence sur l’activité de la pyruvate kinase ?
Le FBP augmente la Vmax
Le FBP diminue le Km
Le FBP se fixe au niveau du site catalytique de la pyruvate kinase
Le FBP est un activateur allostérique de la pyruvate-kinase
Le FBP diminue la vitesse de réaction enzymatique pour des concentrations de PEP faibles
L’insulysine est une enzyme dégradant l’insuline dont le site actif contient un résidu glutamate en position 111.
Les données cinétiques mesurées pour la forme sauvage et les formes mutées de l’enzyme sont données dans le tableau ci-dessus ;
La forme sauvage est une enzyme michaelienne
Tous les mutants ont une efficacité catalytique diminuée
La mutation E111L entraîne une diminution de l’affinité de l’enzyme pour l’insuline
La mutation E111A réduit fortement l’affinité de l’enzyme pour son substrat
La vitesse de la réaction catalysée par la mutant E111F est augmentée
Les données cinétiques de l’alcool déshydrogénase (ADH) pour son substrat l’éthylène glycol, en absence ou en présence d’éthanol, sont représentées ci-dessus ;
L’éthanol est un inhibiteur non compétitif de l’ADH
Il s’agit d’une représentation de Lineweaver-Burk
La Vmax de la réaction est diminuée en présence d’éthanol
Le Km apparent est augmenté en présence d’éthanol
L’ordonnée à l’origine de la courbe rouge permet de déterminer l’affinité de l’ADH en présence d’éthanol
La glucose-6-phosphatedéshydrogénase (G6PD) est l’enzyme essentielle de génération du NADPH dans la cellule. Elle catalyse l'oxydation du glucose-6-phosphate en 6-phosphogluconate. Cette réaction est couplée à la réduction d'une molécule de NADP+ en NADPH.
Au sein du globule rouge (érythrocyte), le NADPH est le coenzyme de la glutathion-reductase qui transforme le glutathion oxydé en glutathion réduit.
Ainsi, la G6PD contribue à neutraliser les radicaux libres qui dénaturent l’hémoglobine et les lipides membranaires et favorisent la destruction du globule rouge et donc les phénomènes d’hémolyse.
Le déficit en G6PD est l’enzymopathie héréditaire la plus répandue dans le monde. Elle se transmet sur un mode récessif lié à l’X. La gravité de la maladie est liée au risque d’hémolyse aiguë lors de l’ingestion de certains aliments, médicaments, ou à l’occasion d’infections. Plus de 150 mutants de la G6PD ont été décrits à ce jour.
La mesure de l’activité de la G6PD ainsi qu’éventuellement la détermination des paramètres cinétiques (Km et Vmax) participent au diagnostic de la maladie et à la caractérisation de ces mutants.
Une mesure de l’activité G6PD du lysat érythrocytaire d’un sujet sain montre les résultats ci-dessous.
On en déduit que ;
Vmax = 1800 UA
Vmax = 2400 UA
Km = 5 µM
Km = 15 µM
Km = 160 µM
La G6PD catalyse l’oxydation du glucose-6-phosphate en 6-phosphogluconate. Cette réaction est couplée à la réduction d’une molécule de NADP+ en NADPH.
Pour mesurer l’activité de la G6PD, il convient ;
De travailler à une température standardisée et contrôlée
D’éviter d’introduire du NADH dans le milieu réactionnel
D’éviter d’introduire du NADPH dans le milieu réactionnel
De réaliser les mesures en condition de vitesse initiale et pendant un temps bref
De mesurer la diminution d’absorbance à 340nm
Une réaction enzymatique dont la cinétique michaelienne est étudiée grâce à la représentation graphique en double inverse.
La courbe 1 représente la variation de 1/V (s/mol) en fonction de 1/S (L/µmol) dans un milieu sans inhibiteurs.
Donnez les réponses vraies.
En l’absence d’inhibiteur, l’enzyme est caractérisée par un Km de 0,001 mmol/L et une Vm de 2,5 mol/s
La courbe 2 traduit la présence d’un inhibiteur compétitif, la courbe 3 traduit la présence d’un inhibiteur incompétitif, la courbe 4 traduit la présence d’un inhibiteur non compétitif
La courbe 2 traduit la présence d’un inhibiteur non compétitif, la courbe 3 traduit la présence d’un inhibiteur compétitif, la courbe 4 traduit la présence d’un inhibiteur incompétitif
La courbe 4 correspond aux conditions dans lesquelles l’affinité de l’enzyme pour le substrat est la plus forte
Aucune de ces réponses n’est correcte
L’urée plasmatique est dosée au laboratoire par des automates selon une réaction impliquant une uréase et la glutamate déshydrogénase. Les réactions mises en œuvres sont les suivantes :
1- uréase catalyse : urée + H2O ó 2xNH4+ + CO2
2- Glu-DH catalyse : NH4+ + alpha-cétoglutarate + NADH,H+ ó Glu + NAD+
Au temps t0 du dosage, 3µL de sérum est dilué dans 277µL d’un diluant et l’absorbance à 340nm est mesurée (DO1). Après une incubation de 60s, 90µL d’un réactif contenant tous les substrats et enzymes est additionné.
Deux mesures d’absorbance sont réalisées 60s et 120s après l’ajout du réactif (respectivement DO2 et DO3).
A propos des réactions de ce dosage ;
La réaction catalysée par l’uréase est une réaction d’oxydo-réduction
Pour chaque molécule d’urée, 2 molécules d’alpha-cétoglutarate seront consommées
Il convient d’inclure dans les réactifs un système permettant la régénération du NAD+
La variation de DO entre DO2 et DO3 est proportionnelle à la concentration d’urée
La valeur de DO3 est supérieure à celle de DO2
La réaction glucose + ATP => glucose-6-phosphate + ADP est catalysée dans le foie et le pancréas par la glucokinase (Km = 10mM) et dans les autres tissus par l’hexokinase (Km = 0,1mM).
La glycémie à jeun est comprise entre 3,5 et 6,1mM ;
La glucokinase fonctionne à Vmax
L’hexokinase a une cinétique d’ordre 0
La glucokinase adapte sa vitesse à la glycémie
L’hexokinase permet d’assurer un débit constant de G6P même à jeun
La glucokinase permet d’adapter le métabolisme énergétique à la glycémie
Pour diagnostiquer une insuffisance rénale chronique chez l’adulte, la fonction rénale doit être évaluée en pratique, à partir de la créatininémie, par l’estimation du débit de filtration glomérulaire (DFG).
La Haute Autorité en Santé (HAS) a évalué la fiabilité des techniques de dosage de la créatinine plasmatique et recommande d’utiliser une méthode enzymatique standardisée (Rapport HAS. Juillet 2012).
La créatininémie doit être exprimée en μmol/L et son élévation témoigne d’une atteinte de la fonction rénale.
Le composé coloré produit absorbe à 560 nm. Plusieurs mesures d’absorbance à cette longueur d’onde sont réalisées à intervalle régulier durant les 5 minutes qui suivent l’ajout des réactifs.
La réaction catalysée par la créatine aminohydrolase permet d’accélérer l’hydrolyse de la créatinine.
La diminution d’absorbance à 560 nm est proportionnelle à la concentration de créatinine
La cinétique de la réaction catalysée par la créatinine aminohydrolase est d’ordre 0.
Le mélange réactionnel contient un excès de sarcosine oxydase et de son substrat la sarcosine.
Plus la pente de la droite A560nm=f(t) est importante, plus la fonction rénale est altérée.
La maladie d'Andersen, également appelée glycogénose de type IV, est une maladie héréditaire du métabolisme très rare liée à des mutations du gène GBE1 codant l'enzyme branchante du glycogène (GBE). Ce déficit entraîne la production excessive d'une forme anormale de glycogène, l'amylopectine, qui s'accumule dans les tissus, en particulier le foie et le muscle cardiaque. Les enfants atteints sont normaux à la naissance, mais ne grossissent pas, ont une hypotonie musculaire et deviennent léthargiques. Le foie et la rate augmentent de volume et une insuffisance hépatique se constitue. Le décès survient habituellement avant l'âge de trois ans, par saignement œsophagien ou insuffisance cardiaque. La maladie d'Andersen se transmet sur le mode autosomique récessif, comme la plupart des déficits enzymatiques de la voie du métabolisme du glycogène.
Le diagnostic repose sur la mise en évidence des anomalies biochimiques à biopsie hépatique, contenant du glycogène de structure anormale, et sur la mise en évidence du déficit enzymatique dans le foie, le muscle, les érythrocytes ou les fibroblastes et dans le trophoblaste ou les cellules amniotiques en culture.
Plus de 130 mutants de GBE1 sont actuellement décrits dans la base de données ClinVar comme étant associés à cette maladie, parmi lesquels les mutants suivants, dont l’activité enzymatique a été mesurée pour tester leur fonctionnalité.
A propos des mutants de GBE ;
Tous ces variants sont des Single Nucleotide Polymorphism (SNP).
Tous ces variants sont des Single Nucleotide Variant (SNV).
Le variant (D) affecte probablement l’épissage du transcrit de GBE1.
Les variants (A) et (B) conduisent à la synthèse d’une protéine GBE tronquée.
Le variant (C) correspond à une mutation faux sens.
Ces mutants du gène GBE1 peuvent être identifiés en biologie moléculaire par les techniques suivantes ;
PCR en point final suivie d’un séquençage Sanger.
PCR en temps réel suivie d’une hybridation avec des sondes spécifiques Taqman.
Hybridation de l’ARN avec des sondes Nanostring.
PCR-HRM en temps réel suivie d’un séquençage Sanger.
Séquençage haut-débit d’un panel de gènes « glycogénoses » incluant GBE1.
La mesure de l’activité enzymatique des mutants de GBE permet de conclure que ;
Le mutant (A) est probablement bénin.
Le mutant (B) présente une affinité augmentée pour le glycogène.
Le mutant (C) est probablement pathogénique.
Le mutant (D) conserve une affinité normale pour le glycogène.
Le mutant (D) conserve une activité catalytique normale.
Dans la leucémie myéloïde chronique, la translocation t(9;22) conduit à la fusion du gène de la tyrosine kinase ABL et du promoteur du récepteur des lymphocytes B, le BCR.
Cette translocation est classiquement détectée par RT-PCR. Pour cela ;
Une extraction d’ADN doit être réalisée à partir d’un échantillon sanguin.
Le transcrit de fusion est séquencé par la technique de Sanger.
Une amorce oligo dT peut être utilisée pour l’étape de reverse transcription.
Une PCR utilisant 2 amorces localisées sur ABL est réalisée.
Une amorce anti-sens localisée dans l’intron 8 d’ABL peut être utilisée.
Dans la leucémie myéloïde chronique, la translocation t(9;22) conduit à la fusion du gène de la tyrosine kinase ABL et du promoteur du récepteur des lymphocytes B, le BCR.
La protéine BCR-ABL résultant de cette fusion présente une activité kinase très augmentée, responsable du développement de la leucémie. L’imatinib permet d’inhiber spécifiquement la fonction catalytique de la kinase anormale.
La réaction catalysée est de type : Protéine + ATP è Protéine-phosphate + ADP
La cinétique de cette réaction est mesurée en absence ou en présence de l’imatinib. On obtient les points expérimentaux ci-dessus.
Le Km apparent est obtenu pour [I]=4 µmol.L-1.
A partir de ces résultats on peut affirmer que ;
L’imatinib est un inhibiteur allostérique de BCR-ABL.
L’imatinib est un inhibiteur non compétitif de BCR-ABL.
L’imatinib se fixe sur le site actif de BCR-ABL.
L’imatinib diminue la vitesse de catalyse de BCR-ABL.
L’imatinib diminue l’affinité de BCR-ABL pour l’ATP.
Dans la leucémie myéloïde chronique, la translocation t(9;22) conduit à la fusion du gène de la tyrosine kinase ABL et du promoteur du récepteur des lymphocytes B, le BCR.
La protéine BCR-ABL résultant de cette fusion présente une activité kinase très augmentée, responsable du développement de la leucémie. L’imatinib permet d’inhiber spécifiquement la fonction catalytique de la kinase anormale.
La réaction catalysée est de type : Protéine + ATP è Protéine-phosphate + ADP
La cinétique de cette réaction est mesurée en absence ou en présence de l’imatinib. On obtient les points expérimentaux ci-dessous. Le Km apparent est obtenu pour [I]=4 µmol.L-1.
A partir de cette représentation, on peut calculer que ;
La vmax de BCR-ABL en absence d’imatinib est de 30 µmol.L-1.min-1.
La vmax de BCR-ABL en présence d’imatinib est de 45 µmol.L-1.min-1.
Le Km de BCR-ABL en absence d’imatinib est de 9 µmol.L-1.
Le Km apparent de BCR-ABL en présence d’imatinib est de 5 µmol.L-1.
Le Ki de l’imatinib est de 5 µmol.L-1.
