1

0.5

0

aucune

A

B

C

P(DCO) = P(SCO1)+P(SCO2)

=1-(P(SCO1)+P(SCO2))

P(DCO) = P(SCO1)*P(SCO2)

$$FR=\frac{1}{2}\left(1-e^{-m}\right)\ et\ m\ =\ -\ln\left(1-2FR\right)$$  si FR > 0.05

$$FR=\frac{1}{2}m\ et\ m=2FR$$  si FR > 0.05

$$FR=\frac{1}{2}\left(1-e^{-m}\right)\ et\ m\ =\ -\ln\left(1-2FR\right)$$  si FR < 0.05

$$FR=\frac{1}{2}m\ et\ m=2FR$$  si FR < 0.05

séparation basée sur la taille

utilise gel de polyacrylamide ou d'agarose

meilleure résolution sur agarose que poly

permet de séparer des molécules de moins d'1kb

poly : molécules <1kb

agarose : qqs centaines-milliers de pb

d'origine bactérienne

reconnaissent des seq longues palindromiques

bandes observées s'appellent bandes de restiction

bandes observées s'appellent fragments de restriction

des seq pas parfaitement complémentaires peuvent parfaitement s'hybrider

utilise échantillons d'ARN

1. préparation de l'ADN avec enzymes de restriction

2. électrophorèse

3. dénaturation dans gel

4. transfert sur membrane par électrophorèse ou capillarité

5. hybridation du filtre avec la sonde

6. lavage et révélation

1. préparation de l'ADN avec enzymes de restriction

2. électrophorèse

3. hybridation du filtre avec la sonde

4. transfert sur membrane par électrophorèse ou capillarité

5. dénaturation dans gel

6. lavage et révélation

utilise une sonde radioactive

utilise des ADN de même origine

utilise des ADN avec fragments complémentaires

les deux molécules s'apparient de façon covalente

l'ADN isomérase soude les trous en liant de manière convalente les deux brins

utilise une molécule d'ARN

le plasmide = ADN circulaire C juste origine de réplication

toutes les colonies survivent sur un milieu C tétracycline

à partir d'ARNm, on peut créer par transcription inverse une banque d'ADNcomplémentaire

1. recherche de seq conservées

2. cartographie génétique

3. identification (séquençage) d'une != dans l'ADN d'un mutant

1. identification (séquençage) d'une != dans l'ADN d'un mutant

2. recherche de régions transcrites de manière appropriée -> gène candidat

3. recherche de seq conservées

2. assemblage d'une librairie de clones ordonnés

5. cartographie génétique

1. cartographie génétique

2. assemblage d'une librairie de clones ordonnés

3. recherche de seq conservées

4. recherche de régions transcrites de manière appropriée -> gène candidat

5. identification (séquençage) d'une != dans l'ADN d'un mutant

permet sur l'ADN de faire des diagnostics médicaux de réarrangements chromosomiques

permet de déterminer la localisation subcellulaire d'un ARN, de détecter l'ARN en cours de synthèse, de détecter chaque molécule d'un ARN donné dans une cellule

les techniques utilisant des anticorps scpécifiques pour une prot (immunofluorescence par ex -> FISH) sont des approches complémentaires

plus facile d'analyser un grand nombre d'ARN != dans une même expérience qu'avec le séquençage de l'ARN de cellule unique

on peut en principe avoir des sondes spécifiques pour chaque chromosome

à la fin du 2ème cycle, on a nos première molécules de taille exacte

au bout du 3ème cycle, on a 2 molécules de taille exacte sur 8

au bout de 30 cycles, on a presque 2^30 molécules de taille exacte sur ~1 Mio

au bout de 30 cycles, on a presque 2^30 moélcules de taille exacte et 60 molécules de taille irrégulière C la seq d'intérêt

2 types : à basse densité pour analyser des SNp et à haute densité pour analyser des transcriptomes

ADN que l'on hybride aux puces :

-transcription reverse d'ARN (synthèse d'ARNc) et marquage des ARNc avec un nucléotide C fluorochrome

-marquage d'ADN génomique avec un nucléotide C fluorochrome

hybridées aux échantillons d'ADN ou d'ARN étudiés pour les détecter

désigne la seq d'ADN étudiée

est un site d'homozygosité pour une variation phénotypique mesurable de la seq d'ADN

SSLP = minisatellites et microsatellites

RFLP (ss-grp de SNP):

-si on utilise southern, on utilise une sonde à l'ext de la région répétée (soit un seul locus) -> les deux morphes possibles sur gel d'électrophorèse auront une taille != selon leu rnb de répet

-si PCR : amorces de part et d'autre de la seq -> bande amplifiée avec le plus de répet sera plus grande que l'autre

SNP = changement de base à une position spécifique

la plus utilisée : SNP

elle varie selon le chromosome et le long d'un chromosome

elle est plus intense au niveau du centromère que des télomères

il n'y a pas de variations au niveau de l'hétérochromatine péricentromérique

jungles = points chauds = bcp de CO != désert

près des télomères, pareille chez les hommes et les femmes

asque O signifie qu'il y a eu chevauchemment des fuseaux de microtubules méiotiques, != pour NO

O = pas de chevauchement des microtubules méotiques, != pour NO

asques O permettent la localisation de gènes par rapport au centromère du chro C ces gènes

les deux types d'asques permettent de déterminer la distance entre les gènes

M1= asque pré-réduit = ségrégation à la première division méiotique

MI en cas de CO entre le centromère et le gène étudié

MII en cas de CO entre le centromère et le gène étudié -> ségrégation à la deuxième division méiotique -> asque post-réduit

les quatre profils MII sont équivalents et équiprobables

D = $$\frac{1}{2}\times\frac{MII}{\left(MI+MII\right)}\times100$$  

$$\frac{1}{2}\cdot\frac{MI}{\left(MI+MII\right)}\cdot100$$  D=

les asques post-réduits pour le gène proximal seront aussi post-réduits pour le gène distal (sauf cas d'autre CO)

moins d'asques post-réduits pour le gène idstal que pour le gène proximal au centromère

si deux gènes sont de part et d'autre du centromère, leurs profils MII sont indé

les asques pré-réduits pour le gène proximal seront aussi pré-réduits pour le distal

$$FR=\frac{1}{2}\cdot T+DNP$$ T et DNP exprimés en fréquences d'asques 

$$FR\ =\ \frac{1}{2}\cdot m$$  

$$distnce\ =\ \frac{1}{2}T\ +\ DNP\$$  T et DNP exprimés en pourcentage -> revient à faire d = FR * 100

$$FR=\frac{1}{2}\cdot T+DNP$$  T et DNP exprimés en nb de T et de DNP

est le modèle de Holliday

est le modèle de Meselson-Radding

est le modèle de Szostak + contient une alternative de réparation d'une coupure double-brin : SDSA (synthesis-dependant strand annealing)

consiste en une réparation d'une coupure double-brin par résolution des 2 jonctions de Holliday (soit 1 h + 1 v, soit 2h, soit 2v)

-si 1 résolution h + 1v -> 2 molécules recombinantes Ab et aB + 2 molécules parentales

-si 2 résolutions v ou 2h -> 4 molécules parentales

les blocs de liaison

entre deux blocs de liaison où il y a déséquilibre de liaison

les lieux de conversion génique

les points chauds où l'intensité de recombinaison est 10 à 10 000 fois sup aux autres régions

réassortiment des allèles de gènes liés -> augmente diversité génétique

disjonction (ségrégation) correcte des non-homologues à l'anaphase de la méiose I

les chromos homologues sans CO sont plus svt victimes de non-disjonction

diminue risques de mutations

...dépend d'un complexe protéique "cohesin"

seule la cohesin distal au CO par rapport au centromère (de l'autre côté du centromère par rapport au CO) maintient la connection des homologues

seule la cohesin proximale au CO maintient la connection des homologues

connexion des homologues faible en cas de CO très distal ou de DCO rapprochés à 2 chromatides -> risque de non-disjonction

épistasie récessive

épistasie dominante

phénotype dominant nécessite deux allèles dominants

létalité récessive

épistasie récessive

suppression

épistasie dominante

pénétrance incomplète

épistasie dominante

expressivité variable

complémentation

suppression récessive

inhibiteur dominant

suppression récessive

épistasie dominante

létal dominant

10:6

10:3:3

13:3

9:6:1

gènes dupliqués

suppresseur dominant d'une mutation récessive

dominance incomplète

épistasie dominante

dominance incomplète

un des allèles dominants létal à l'état homozygote

un des allèles récessifs létal à l'état homozygote

expressivité variable

faux-sens = changement d'un aa (affectant ou non la fct)

faux-sens = aa remplacé par un codon stop

transition = purine -> purine par ex, transversion = purine -> pyrimidine

substitution d'un nucléotide

décalage du cadre de lecture (ajout ou retrait d'un nb de nucléotides non multiple de 3)

adjonction ou délétion d'un multiple de 3 nucléotides -> ajoute ou enlève un ou plusieurs aa

insertion d'un élément transposable

erreur de réplication (incorporation d'un mauvais nucléotide ou glissement)

erreur de réparation (mésappariement ou base altérée)

utilisation de mutagènes

dépurination

désamination de la cytosine en uracile (difficilement répararable)

désamination de la 5-methylcytosine (points chauds de mutations) en thymine

oxydation de bases par des radicaux libres

mutations surtout d'origine maternelle

tous les nucléotides ont la même proba de substitution

mutations surtout d'origine paternelle

il y a une relation linéaire entre la dose de rayons X et le taux de mutations

les UV et les rayons X sont des radiations ionisantes

les rayons X, les analogues de bases, les agents alkylants, les UV et les agents intercalants sont mutagènes

le test de Ames permet la détection d'agents mutagènes

il peut s'insérer dans un chromosome mais ne pas en ressortir

ce sont des éléments génétiques transposables transcrits apparentés aux rétrovirus -> refont ADN avec transcription inverse qui va s'insérer autre part dans le génome

il n'y a pas d'excision du rétrotransposon de sa position initiale

presque la moitié du génome humain est fait de transposons

un gène rapporteur sert à identifier in vivo les seq d'ADN qui contrôlent le profil d'expression spatio-temporel d'un gène